0统计软件进行数据分析,计量资料用均数士标准差(X±S)表示。两样本比较采用独立样本t检验,多个样本均数的比较采用单向方差分析(one-way ANOVA)。根据方差齐性检验结果,如方差齐时多重比较采用LSD(Least-significant-Difference)方法检验；如方差不齐时方差分析采用Welch法校正的近似F检验,多重比较采用Dunnett’s T3方法检验。检验水准为a=0.05。结果 1.龟板对K562和人红系细胞珠蛋白基因表达及HbF合成的作用 1.1龟板诱导K562细胞向红系分化 联苯胺染色结果显示不同浓度龟板作用于K562细胞,各浓度组中以龟板5mg/ml组的BZ%值最高,峰值在96h BZ%达11.72±0.68%,与未加药组(2.47±0.20%)相比差异有显著性意义(P<0.05)；龟板诱导K562细胞72h、96h、120h后α珠蛋白基因mRNA表达水平分别为未加药组的0.63±0.02、0.62±0.02、0.50±0.01倍,诱导前后差别有显著性意义(P0.05)。证明龟板对K562细胞γ珠蛋白基因表达有上调作用,对a珠蛋白基因表达有下调的作用,对p珠蛋白基因的表达没有影响。 1.2.2龟板对地贫病人外周血培养的红系细胞珠蛋白基因表达作用：龟板诱导不同地贫病人外周血培养的红系细胞Y珠蛋白基因!mRNA表达水平升高为未加药组的4.94±1.17倍,诱导前后差别有显著性意义(P
目的：长期以来糖皮质激素（glucocorticoids, GCs）作为重要抗炎药物用于炎症性肺病（inflammatory lung disease, ILD）的治疗。ILD是由于炎症、免疫等各种因素导致肺及支气管内大量巨噬细胞、中性粒细胞等炎症细胞浸润，释放大量炎症介质产生瀑布级联，进而引起肺内炎性介质和抗炎介质失衡造成的肺脏疾病。脂多糖（lipopolysaccharide，LPS），可以通过刺激机体各种免疫细胞产生大量的细胞炎性介质，进而诱发ILD。肺泡巨噬细胞(alveolar
Smad抑制剂 macrophages，AMs)是LPS的主要效应细胞，释放内源性炎症因子产生瀑布级联是导致炎症发生、发展的根本原因。信号转导转录激活子-3（Signal transducers and activators of transcription-3,STAT3）的激活在调控ILD起着关键的作用。抑制丝裂原活化蛋白激酶(mitogen-activated protein kinase，MAPK)信号转导通路能减少致炎症细胞因子的释放。本实验以小鼠AM为研究对象，观察激素与p38MAPK特异性抑制剂SB203580对LPS刺激的上述细胞分泌TNF-α、IL-10的影响，分析两者是否存在协同作用并进一步探讨STAT信号途径在其中的作用，为临床应用激素及p38MAPK抑制剂治疗ILD提供理论基础。
方法： 1.ELISA检测LPS刺激细胞上清液中的TNF-α浓度。培养MH-S细胞株，调节细胞浓度到1×10~6/ml，于24孔板中培养过夜，随机分组：①对照组：加入与各实验组体积相同的无血清RPMI1640培养液；②LPS+Dex组：终浓度为1×10~(-6)mol/L的DEX预孵育2h后LPS刺激2h、6h、12h；③Dex组：终浓度为1×10~(-6)mol/L的DEX刺激2h、6h、12h；④Dex+SB203580+LPS组：终浓度为1×10~(-6)mol/L的DEX预孵育2h后，终浓度为10μmol/L的SB203580预孵育20min后LPS刺激2h、6h、12h；⑤LPS+SB203580组：终浓度为10μmol/L的SB203580预孵育20min后LPS刺激2h、6h、12h；⑥LPS组：终浓度为100ng/ml的LPS刺激2h、6h、12h。 各组细胞刺激成功后取上清液， BAY 73-4506制造商 ELISA测定细胞上清液中TNF-α的含量。 点击此处 2. ELISA检测LPS刺激细胞上清液中的IL-10浓度。方法及分组同TNF-α测定。 3.免疫细胞化学法检测MH-S细胞中p-STAT3的表达。将MH-S细胞于24孔板中进行爬片，调节细胞浓度到1×106/ml，培养过夜，随机分组：①对照组：加入与各实验组体积相同的无血清RPMI1640培养液；②LPS+Dex组：终浓度为1×10~(-6)mol/L的DEX预孵育2h后，LPS刺激30min；③Dex组：终浓度为1×10~(-6)mol/L的DEX刺激30min；④Dex+SB203580+LPS组：终浓度为1×10~(-6)mol/L的DEX预孵育2h后，终浓度为10μmol/L的SB203580预孵育20min后，LPS刺激30min；⑤LPS+SB203580组：终浓度为10μmol/L的SB203580预孵育20min后，LPS刺激30min；⑥LPS组：终浓度为100ng/ml的LPS刺激30min。各组MH-S细胞刺激成功后，用免疫细胞化学法检测各组细胞中的p-STAT3表达变化。
4.Western blot方法检测MH-S细胞内p-STAT3、STAT3的表达。实验分组同免疫细胞化学法，于6孔板中上述各组细胞刺激成功后收集细胞，检测细胞内p-STAT3、STAT3表达。 数据以均数±标准差()表示，各组比较用单因素方差分析(Oneway ANOVA)，各组之间进一步用Student-Newman-Keuls(SNK-q)检验进行两两比较分析是否有显著性差异，P<0.05)；DEX预处理后，抑制LPS诱导的TNF-α增加，与LPS组在2h、6h、12h分别比较差异有统计学意义(P<0.05)；SB203580预处理后，抑制LPS诱导的TNF-α增加，与LPS组在2h、6h、12h分别比较差异有统计学意义(P<0.05)；DEX和SB203580共同预处理后发挥协同作用，进一步抑制LPS诱导的TNF-α增加，与DEX+LPS组在2h、6h、12h分别比较差异有统计学意义(P<0.05)，与SB+LPS组在2h、6h、12h分别比较差异也有统计学意义(P<0.05)；DEX预处理后，抑制LPS诱导的IL-10增加，与LPS组在2h、6h、12h分别比较差异有统计学意义(P<0.05)；SB203580预处理后，抑制LPS诱导的IL-10增加，与LPS组在2h、6h、12h分别比较差异有统计学意义(P<0.05)；DEX和SB203580共同预处理后发挥协同作用，进一步抑制LPS诱导的IL-10增加，与DEX+LPS组在2h、6h、12h分别比较差异有统计学意义(P<0.05)，与SB+LPS组在2h、6h、12h分别比较差异也有统计学意义(P<0.05)；与LPS组比较，DEX+LPS组、SB+LPS组、DEX+SB+LPS组p-STAT3表达均显著减少(P<0.05)；与DEX+LPS组、SB+LPS组比较，DEX+SB+LPS组p-STAT3表达进一步减少(P<0.05)；与LPS组比较，DEX+LPS组、SB+LPS组、DEX+SB+LPS组p-STAT3表达均显著减少(P<0.